Introducción
⌅En
la naturaleza existe un grupo de microorganismos que estimulan el
crecimiento vegetal mediante la activación de distintos mecanismos. Se
destacan dentro de ellos, la fijación biológica de nitrógeno
atmosférico, la solubilización de nutrientes minerales, la producción de
fitohormonas y el efecto contra organismos fitopatógenos. Las bacterias
con estas características se conocen como bacterias promotoras del
crecimiento vegetal (PGPB según sus siglas en inglés). Pueden habitar en
la rizosfera o en el interior de las plantas y agrupan a géneros como Azotobacter, Azospirillum, Rhizobium, Bacillus, Gluconacetobacter, entre otros (Velasco et al., 2020Velasco,
A.; Castellanos, O.; Acevedo, G.; Clarenc, R. y Rodríguez, A. (2020).
Bacterias rizosféricas con beneficios potenciales en la agricultura.
Terra Latinoamericana. 38: 333-345. https://doi.org/10.28940/terra.v38i2.470.
).
El frijol común (Phaseolus vulgaris L.) es una de las leguminosas más valoradas para la alimentación humana
por su contenido de proteínas, fibra vegetal, carbohidratos y minerales
(Tamayo-Aguilar et al., 2020Tamayo-Aguilar,
Y.; Juárez-López, P.; Capdevila-Bueno, W.; Lescaille-Acosta, J. y
Terry-Alfonso, E. (2020). Bioproductos en el crecimiento y rendimiento
de Phaseolus vulgaris L. var. Delicia 364. Terra Latinoamericana Número Especial. 38-3: 667-678. Disponible en: https://doi.org/10.28940/terra.v38i3.672.
).
En Cuba, se realizan grandes esfuerzos para incrementar sus
rendimientos, que en los últimos años ha oscilado entre 0,89 y 1 t.ha-1,
siendo insuficiente para cubrir la demanda del grano por parte de la
población. La mayor parte de la producción de frijol en el país se
desarrolla en el sector no estatal (ONEI, 2021ONEI
(2021). Anuario Estadístico de Cuba. 2020. Capítulo 9. Agricultura,
Ganadería, Silvicultura y Pesca. 4-35. Oficina Nacional de Estadística e
Información. Edición 2021. Disponible en: www.onei.gob.cu.
),
en pequeñas fincas ubicadas en zonas periurbanas. Para ello, utilizan
sistemas tradicionales de bajos insumos que tienen una alta dependencia
de las precipitaciones y presentan dificultades para el riego, por lo
que las alternativas que contribuyan a elevar su productividad bajo esas
condiciones son de vital importancia.
Para estimular el
crecimiento de las leguminosas se utilizan desde el pasado siglo los
rizobios, microorganismos que establecen una eficiente asociación con
este tipo de plantas. Sin embargo, géneros como Azospirillum, Pseudomonas y Bacillus también pueden asociarse a esos cultivos y contribuir a elevar sus
rendimientos, e incluso, ejercer un efecto positivo en el
establecimiento y desempeño de la simbiosis Rhizobium-leguminosa (Valero-Valero et al., 2021Valero-Valero,
N.O.; Vergel-Castro, C.M.; Ustate, Y. y Gómez-Gómez, L.C. (2021).
Bioestimulación de frijol guajiro y su simbiosis con Rhizobium por ácidos húmicos y Bacillus mycoides. Revista Biotecnología en el Sector Agropecuario y Agroindustrial, 19(2): 119-134. https://doi.org/10.18684/bsaa.v19.n2.2021.1608.
).
Con el objetivo de explorar el microbioma asociado al frijol común se
realizaron aislamientos de bacterias desde el interior de las plantas,
los nódulos y la rizosfera de 10 accesiones y cinco variedades inscritas
en Cuba. Además, se determinó, para un grupo de microorganismos
seleccionados por sus características morfo-fisiológicas, su potencial
para fijar nitrógeno atmosférico, solubilizar nutrientes y tolerar
condiciones de estrés abiótico.
Materiales y métodos
⌅Aislamiento de los microorganismos
⌅En el estudio se utilizaron semillas de frijol común (Phaseolus vulgaris L.) de las accesiones ‘P-3309’, ‘P-3613’, ‘P-3334’, ‘P-3797’, ‘P-3785’,
‘P-3796’, ‘P-3737’, ‘P-3289’, ‘P-3609’ y ‘P-3697’, colectadas en las
reservas de biosfera Sierra del Rosario y Cuchillas del Toa y las
variedades: ‘Milagro Villareño’, ‘Wacuto’, ‘Lewa’, ‘Cuba C25-9-R’ y
‘Rayado 2285’, registradas en el Listado Oficial de Variedades (GOC-2022-1043-O113GOC-2022-1043-O113.
(2022). Gaceta Oficial de la República de Cuba. Resolución 183/2022.
3326-3358. 17 de noviembre del 2022. Disponible en: http://www.gacetaoficial.gob.cu.
).
En todos los casos, el material vegetal fue proporcionado por el Banco
de Germoplasma del Instituto de Investigaciones Fundamentales en
Agricultura Tropical “Alejandro de Humboldt”, INIFAT.
Las
semillas se sembraron en macetas plásticas de 3 kg de capacidad, con
suelo Ferralítico Rojo Lixiviado Compactado, Gléyico y Nodular
Ferruginoso (Hernández et al., 2015Hernández,
A.; Pérez, J.M.; Bosch, D. y Castro, N. (2015). Clasificación de los
suelos de Cuba. Instituto Nacional de Ciencias Agrícolas, Instituto de
Suelos. Ediciones INCA. 92 pp. ISBN: 978-959-7023-77-7.
) de áreas agrícolas de la propia institución, cuyas características se muestran en la Tabla 1.
| pH | Materia orgánica (%) | P2O5 | K2O | K | Na | Ca | Mg |
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| mg.100g | Cmol.kg | ||||||
| 7,50 | 1,67 | 62,50 | 31,60 | 0,67 | 0,10 | 22,50 | 5,50 |
Métodos de análisis: pH (potenciometría); materia orgánica (Walkley y Black); P2O5 (Oniani, por extracción con H2SO4); K2O
(por cálculo a partir del potasio intercambiable); K, Na (fotometría de
llama); Ca y Mg (espectrofotometría de absorción atómica).
El
cultivo se mantuvo con riego diario y se dio seguimiento a su estado
sanitario. A los 30 días después de la siembra, se extrajeron las
plantas para proceder al aislamiento de las bacterias que se encontraban
en el suelo rizosférico asociado a éstas, en su interior y en los
nódulos. Para el aislamiento de las bacterias rizosféricas se tomaron 10
g de suelo de la zona más cercana de las raíces de diez plantas, los
que se adicionaron en 90 mL de agua destilada estéril para
posteriormente realizar sucesivas diluciones seriadas (Madigan et al., 2018Madigan,
M.T.; Bender, K.S.; Buckley, D.H.; Sattley, W.M. y Sthal, D.A. (2018).
Brock Biology of Microorganisms. Fifteenth Edition. Global Edition. 1058
p. ISBN: 07-0-13-426192-8.
). De las diluciones 3 y 4
se tomaron 0,1 mL que se inocularon por diseminación en los medios de
cultivo Agar Nutriente (BIOCEN), Asbhy y NFB (citados por Martínez et al., 2006Martínez,
V.R; López, M; Brossard, F.M; Tejeda, G.G; Pereira, A.H; Parra, Z.C;
Rodríguez, S.J y Alba, A. (2006). Procedimientos para el estudio y
fabricación de Biofertilizantes Bacterianos. Ed. INIA - Maracay.
Venezuela, Serie B, No. 11. 88 p.
).
El aislamiento de los microorganismos endófitos se realizó a partir de fragmentos de aproximadamente 2 cm2 de raíces, tallos y hojas de las plantas, que se desinfectaron con
hipoclorito de sodio al 4 % y se maceraron, según el procedimiento
descrito por Loganathan et al. (1999)Loganathan,
P.; Sunitha, R.; Parida, A.K. y Nair, S. (1999). Isolation and
characterization of two genetically distant groups of Acetobacter diazotrophicus from a new host plant Eleusine coracana L. J. Appl. Microbiol., 87: 167–172.
. La savia extraída se inoculó en el medio de cultivo LGI (Cavalcante y Döbereiner, 1988Cavalcante,
V.A y Döbereiner, J. (1988). A new acid-tolerant nitrogen-fixing
bacterium associated with sugarcane. Plant Soil; 108: 23–31. https://doi.org/10.1007/BF02370096.
).
Para el caso del aislamiento de microorganismos desde el interior de
los nódulos, éstos se separaron de las raíces, se desinfectaron con
hipoclorito de sodio al 4 %, se maceraron y su contenido se inoculó en
el medio de cultivo YMA (citado por Martínez et al., 2006Martínez,
V.R; López, M; Brossard, F.M; Tejeda, G.G; Pereira, A.H; Parra, Z.C;
Rodríguez, S.J y Alba, A. (2006). Procedimientos para el estudio y
fabricación de Biofertilizantes Bacterianos. Ed. INIA - Maracay.
Venezuela, Serie B, No. 11. 88 p.
).
Todas las placas Petri inoculadas se incubaron a 30 °C de temperatura durante 48 h, periodo
que se extendió a cinco días para los medios de cultivo NFB y LGI. Todos
los microorganismos se purificaron a partir de siembras por agotamiento
en el mismo medio que se utilizó para su aislamiento. Una vez
completada esta etapa de trabajo, se seleccionaron los aislados
semejantes a los géneros Bacillus, Rhizobium, Azotobacter, Azospirillum y Gluconacetobacter,
para lo que se realizó una caracterización morfo-fisiológica de los
microorganismos mediante métodos convencionales. Se determinó la
morfología (cultural y celular), la respuesta a la tinción de Gram, la
presencia de enzimas (catalasa y citocromo oxidasa), la motilidad, el
uso de citrato como fuente de carbono, el crecimiento en medio Kliger y
la actividad amilásica (hidrólisis del almidón) (Harrigan y Mc Cance, 1968Harrigan, W.F y Mc Cance, M. (1968). Métodos de Laboratorio de Microbiología. (ed.) Academia, España. ISBN: 84-7000-034-9.
).
En
el caso de los microorganismos purificados en el medio YMA se adicionó
la evaluación de la coloración de las colonias en este medio de cultivo
con Rojo Congo; para los aislados procedentes del medio LGI se comprobó
su crecimiento en concentraciones de sacarosa y de glucosa del 30 % y
para los microorganismos purificados en el medio NFB su determinó su
coloración en el medio de cultivo Rojo Congo de Azospirillum (citado por Martínez et al. 2006Martínez,
V.R; López, M; Brossard, F.M; Tejeda, G.G; Pereira, A.H; Parra, Z.C;
Rodríguez, S.J y Alba, A. (2006). Procedimientos para el estudio y
fabricación de Biofertilizantes Bacterianos. Ed. INIA - Maracay.
Venezuela, Serie B, No. 11. 88 p.
).
De los aislados crecidos en el medio Agar Nutriente se obtuvo una suspensión celular en agua destilada estéril que se colocó a 100 °C de temperatura durante 20 min. y posteriormente, se inocularon 0,1 mL de la solución en el mismo medio de cultivo, seleccionando las bacterias que crecieron después de 48 h de incubación a 30 °C de temperatura.
Caracterización de los microorganismos seleccionados por su potencial como promotores del crecimiento vegetal
⌅A
los aislados seleccionados por sus características morfo-fisiológicas
se les evaluó su potencial como promotores del crecimiento vegetal. Se
determinó su capacidad para fijar nitrógeno atmosférico a partir de su
crecimiento en el medio de cultivo Asbhy carente de nitrógeno combinado y
su potencial para solubilizar nutrientes por la formación de un halo de
solubilización alrededor de la colonia bacteriana crecida en el medio
de cultivo Pikovskaya (citado por Martínez et al., 2006Martínez,
V.R; López, M; Brossard, F.M; Tejeda, G.G; Pereira, A.H; Parra, Z.C;
Rodríguez, S.J y Alba, A. (2006). Procedimientos para el estudio y
fabricación de Biofertilizantes Bacterianos. Ed. INIA - Maracay.
Venezuela, Serie B, No. 11. 88 p.
) con fosfato de calcio, de hierro y de aluminio y una modificación de este medio con fuentes de potasio (Guevara, 2010Guevara,
M.F. (2010). Aislamiento e identificación de microorganismos
solubilizadores de Potasio a partir de muestras de suelo y raíces de
cultivos de alcachofa de la localidad de la Remonta, Cañón Cayambe.
Tesis en opción al Título de Ingeniera en Biotecnología. Sangolquí.
Julio 2010. 86 p. Disponible en: http://www.repositorio.espe.edu.ec.
). En todos los casos la incubación se realizó a 30 °C de temperatura, durante 72 h.
Caracterización de los microorganismos seleccionados por su tolerancia a condiciones de estrés abiótico
⌅Los microorganismos se caracterizaron además, por su tolerancia a condiciones de salinidad y sequía. Para el primer caso, los aislados se inocularon en el medio de cultivo utilizado para su aislamiento, al que se le adicionaron de manera independiente diferentes concentraciones de NaCl (0 %, 1 %, 2 %, 3 %, 5 % y 10 %) y se midió el diámetro de la colonia a las 24 y 48 h de incubación a una temperatura de 30 °C. Para simular las condiciones de sequía se utilizaron distintas concentraciones de PEG 6000 (0,1 %, 1 %, 3 %, 5 % y 10 %) en el medio de cultivo Caldo Nutriente (BIOCEN). A las 48 h de incubación, a la misma temperatura anteriormente referida, se observó la turbidez del medio y se comparó con un control sin inocular. Se estableció una escala cualitativa donde se consideró el crecimiento de la bacteria como:
Todas las pruebas se realizaron con un diseño Completamente Aleatorizado. En los ensayos con resultados cuantitativos estos se expresaron con su valor promedio y la desviación estándar de la media.
Resultados y discusión
⌅De la rizosfera, los nódulos y el interior de las plantas de las 10 accesiones y las cinco variedades de frijol común que se utilizaron en el estudio se purificaron 140 microorganismos. La mayor contribución en los aislamientos la realizó el ambiente rizosférico, siendo muy similar el porcentaje de microorganismos procedentes del interior de la planta y de los nódulos (Figura 1).
La
rizosfera se considera una interface dinámica. Es regulada por la
planta y las condiciones ambientales, pero aun así en ella conviven una
gran cantidad de microorganismos, por lo que la diversidad filogenética y
funcional en este ambiente tiene una alta complejidad (Bonilla et al., 2021Bonilla,
R.; González, L.E. y Osvaldo, R. (2021). Bacterias promotoras del
crecimiento vegetal en sistemas de agricultura sostenible. Corporación
colombiana de investigación agropecuaria – Mosquera (Colombia):
AGROSAVIA. Editorial Agrosavia. 327 p. ISBN E-book: 978-958-740-501-9.
ISBN: 978-958-740-500-2. https://doi.org/10.21930/agrosavia.analisis.7405019
). Autores como Ahmad et al. (2016)Ahmad,
I.; Altaf. M.M.; Sharma, J. y Al-Thubiani, A.S. (2016). Diversity,
quorum sensing and plant growth promotion by endophytic diazotrophs
associated with sugarcane with special reference to Gluconacetobacter diazotrophicus Chapter 23. En: Plant-Microbe Interaction: An Approach to Sustainable Agriculture. DK Choundrary et al. (eds). Springer Nature Singapore Pte Ltd. 495-509. https://doi.org/10.10.1007/978-981-10-2854_23.
,
comentaron en sus estudios que de forma general el interior de las
plantas tiene un menor número de microorganismos, debido a la presión
selectiva que ejerce el cultivo durante el proceso de colonización. No
obstante, se debe señalar que en el caso del presente estudio el
aislamiento de un mayor número de bacterias desde la rizosfera de las
plantas de frijol también puede estar relacionada con la metodología de
trabajo, ya que la cuantificación en este caso se realizó en tres de los
cinco medios de cultivo utilizados (Asbhy, Agar Nutriente y NFB), en
tanto para el ambiente endófito y los nódulos solamente se utilizó uno
(LGI y YMA, respectivamente).
Las accesiones de frijol se destacaron como fuente de procedencia de microorganismos, ya que a excepción de ‘P3697’, de las restantes se purificaron entre 10 y 15 aislados bacterianos, agrupándose en cinco de estos materiales genéticos (‘P3309’, ‘P3609’, ‘P3613’’, P3796’y ‘P3334’) aproximadamente el 50 % de los aislamientos realizados (Figura 2). Estos materiales proceden de fincas de productores de reservas de la biosfera (Sierra del Rosario y Cuchillas del Toa), lugares de referencia como ambientes conservados y donde se promueve la presencia de una alta biodiversidad de plantas que influye también en los microorganismos que a ellas se asocian. Ello puede ser relevante en la selección de nuevas cepas microbianas con alto potencial para la promoción del crecimiento vegetal.
De los 140 microorganismos purificados se seleccionaron 18 que presentaron en los medios de cultivo Asbhy, NFB y YMA características morfológicas similares a las descritas para los géneros Azotobacter, Azospirillum y Rhizobium, respectivamente. La morfología de las colonias, las células y la respuesta a la Tinción de Gram de estas bacterias se muestra en la Tabla 2.
En
el interior de las plantas existen diferentes grupos microbianos, aun
cuando esta ejerce una presión selectiva en los microorganismos (Rodríguez et al., 2021Rodríguez,
C.A.; Ricardo, L.; Pérez, B. y Nelly, Z. (2021). Bacterias y hongos
endófitos de la familia Cactaceae y sus aplicaciones. Revista
Especializada en Ciencias Químico-Biológicas. 24: 1-14. https://doi.org/10.22201/fesz.23958723e.2021.328.
).
Ello explica por qué se aislaron bacterias endófitas en el medio de
cultivo LGI que no presentaron las características distintivas del
género Gluconacetobacter, específicamente su coloración amarillo intensa-naranja y su respuesta negativa a la tinción de Gram (Cavalcante y Döbereiner, 1988Cavalcante,
V.A y Döbereiner, J. (1988). A new acid-tolerant nitrogen-fixing
bacterium associated with sugarcane. Plant Soil; 108: 23–31. https://doi.org/10.1007/BF02370096.
), aunque se debe destacar que hasta el momento el frijol común no se refiere dentro de los hospederos de esta bacteria.
| Medio de cultivo de aislamiento | Aislados | Características culturales | Respuesta a la Tinción de Gram |
|---|---|---|---|
| YMA | ‘P3337’ ‘P3613’ | Colonias en el medio YMA circulares, con bordes enteros, elevación convexa y consistencia mucosa. Color rosa en el medio con Rojo Congo y amarillas en el medio con Bromotimol Azul | Bacilo Gram negativo |
| Asbhy | ‘P3613’; ‘P3309’ T1; ‘P3309’ T2; ‘P3289’; ‘Milagro Villareño’; ‘Lewa’ y ‘Cuba C25-9-R’ | Colonias en el medio Asbhy circulares, con bordes enteros, elevación convexa y consistencia mucosa. Color beige. | Bacilo corto Gram negativo |
| ‘Rayado 2258’ ‘P3609’ | Colonias en el medio Asbhy circulares, con bordes enteros, elevación convexa y consistencia mucosa. Traslúcidas | Bacilo corto Gram negativo | |
| NFB | ‘P3334’; ‘Lewa’; ‘Wacuto’; ‘P3609’ y ‘Cuba C25-9-R’ | Colonias puntiforme, con bordes enteros, elevación plana, secas, blancas en el medio NFB y rojo escarlata en el medio con Rojo Congo | Bacilo corto Gram negativo |
| ‘Milagro Villareño’‘ y Rayado 2258’ | Colonias circulares, con bordes enteros, elevación convexa, secas, blancas en el medio NFB y rojo escarlata en el medio con Rojo Congo | Bacilo corto Gram negativo |
Dentro de los nódulos de las leguminosas también se describe la presencia de una comunidad microbiana diversa (Martínez et al., 2020Martínez,
V.; Medina, R.; Gauna, J.M. y Balatti, P.A. (2020). Bacterial
endophytes diversity of tree legumes from Argentina. Agrociencia
Uruguay. Disponible en: http://agrocienciauruguay.uy/ojs/index.php/agrocien-cia/article/view/411.
), con representantes de otros órdenes como Enterobacteriales, Pseudomonales y la subclase β Proteobacteria (Bonilla et al., 2021Bonilla,
R.; González, L.E. y Osvaldo, R. (2021). Bacterias promotoras del
crecimiento vegetal en sistemas de agricultura sostenible. Corporación
colombiana de investigación agropecuaria – Mosquera (Colombia):
AGROSAVIA. Editorial Agrosavia. 327 p. ISBN E-book: 978-958-740-501-9.
ISBN: 978-958-740-500-2. https://doi.org/10.21930/agrosavia.analisis.7405019
).
Ello justifica que de los 24 microorganismos aislados en el medio de
cultivo YMA solamente dos presentaron características morfo-fisiológicas
similares al género Rhizobium. Los restantes absorbieron el colorante Rojo Congo o fermentaron la lactosa. Este medio de cultivo el género Rhizobium, que agrupa a bacterias Gram negativas, presenta colonias de cremas a
traslúcidas, generalmente mucosas, con bordes enteros, elevación que
varía de plana a elevada en el medio YMA, que no absorben el Rojo Congo (Alcarraz et al., 2020Alcarraz, M.; González, E. y Heredia, V. (2020). Azotobacter y Rhizobium como biofertilizantes naturales en semillas y plantas de frijol caupí. Avances. 22 (2): 239-251. Disponible en: http://www.ciget.pinar.cu/ojs/index.php/publicaciones/article/view/538/1610
).
Este grupo taxonómico presentan las enzimas catalasa y citocromo
oxidasa, utiliza el citrato como fuente de carbono, como los dos
aislados seleccionados.
De las 29 bacterias aisladas en el medio
de cultivo Asbhy se seleccionaron 10, por su morfología. Estas
presentaron colonias circulares, con bordes enteros y traslúcidas o
beige, con células como bacilos Gram negativos, tal y como describió Alcarraz et al. (2020)Alcarraz, M.; González, E. y Heredia, V. (2020). Azotobacter y Rhizobium como biofertilizantes naturales en semillas y plantas de frijol caupí. Avances. 22 (2): 239-251. Disponible en: http://www.ciget.pinar.cu/ojs/index.php/publicaciones/article/view/538/1610
para el género Azotobacter. Estos aislados presentaron además, una respuesta positiva para las pruebas de oxidasa y catalasa, como en los estudios de Corrales et al. (2020)Corrales,
M.; Lumbres, V.; Iglesia, S. y Carreño, C. (2020). Potencialidades de
bacterias promotoras del crecimiento vegetal, aisladas de Portulaca oleracea L. en suelos con salinidad. Pastos y Forrajes. 43:93-101. Versión On-line ISSN: 2078-8452.
para cepas de este género bacteriano. Por su parte, de los
microorganismos purificados en el medio de cultivo NFB se seleccionaron
siete, cuya morfología y fisiología coincidió con las descripciones del
género Azospirillum. Según Moreno y Galvis (2020)Moreno, L.Y. y Galvis, F. (2020). Identificación de bacterias diazotróficas rizosféricas y endófitas asociadas a Lycopersicon esculentum Mill en el Norte de Santander, Colombia. Agrociencia, 54 (7): 843-857. ISSN: 2521-9766. Disponible en: http://www.colpos.mx/agrocien/agrociencua.htm.
,
esta forma de colonias blancas en el medio NFB, tiene una respuesta
positiva a la prueba de la oxidasa, y se distingue por sus colonias rojo
escarlata en el medio de cultivo Rojo Congo (Martínez et al., 2006Martínez,
V.R; López, M; Brossard, F.M; Tejeda, G.G; Pereira, A.H; Parra, Z.C;
Rodríguez, S.J y Alba, A. (2006). Procedimientos para el estudio y
fabricación de Biofertilizantes Bacterianos. Ed. INIA - Maracay.
Venezuela, Serie B, No. 11. 88 p.
).
En el caso
del medio de cultivo Agar Nutriente, que se utilizó con el objetivo de
aislar microorganismos con posibilidades de pertenecer al género Bacillus,
aunque se logró la purificación de diferentes aislados ninguno formó
esporas que le permitieran resistir el procesamiento de la muestra (100
°C de temperatura durante 20 min). Este resultado no es contradictorio,
pues en los estudios realizados por Pérez et al. (2020)Pérez, Y.; Rondón, A.J.; Fuentes, L.; Nápoles, M.C.; Martínez, M.M y Rubio, Y. (2020). Rizosfera de tres cultivares de Phaseolus vulgaris L. fuente de bacterias formadoras de endosporas con potencial
biotecnológico. Biotecnología Vegetal. 20 (4): 313–325. eISSN 2074-8647,
RNPS: 2154. Disponible en: https://revista.ibp.co.cu.
de 437 aislados solamente el 32 % se correspondió con bacilos
esporulados Gram positivos, por lo que su proporción no tiene que ser
necesariamente tan elevada como para alcanzar siempre resultados
positivos en el aislamiento de este tipo de microorganismos.
De
forma general, a partir de la siembra de las muestras del interior de
las plantas, los nódulos y la rizosfera de diferentes accesiones y
variedades comerciales de frijol en diferentes medios de cultivo, se
demostró la posible presencia de varios grupos de bacterias con marcadas
diferencias morfo-fisiológicas. Tanto el género Rhizobium, como los géneros Azotobacter y Azospirillum se reconocen como promotores del crecimiento vegetal (Velasco et al., 2020Velasco,
A.; Castellanos, O.; Acevedo, G.; Clarenc, R. y Rodríguez, A. (2020).
Bacterias rizosféricas con beneficios potenciales en la agricultura.
Terra Latinoamericana. 38: 333-345. https://doi.org/10.28940/terra.v38i2.470.
), por lo que podrían ejercer un efecto positivo en interacción con el cultivo.
Los 18 microorganismos seleccionados por sus características similares a los géneros Azotobacter, Azospirillum y Rhizobium mostraron diferencias en su potencial como posibles estimuladores del crecimiento vegetal, otro indicador de la diversidad microbiana que se asocia al cultivo del frijol común. Se destacaron como aspectos positivos presentes en todos los aislados la potencialidad para fijar nitrógeno atmosférico, aunque destacó también que cerca del 50 % de ellos toleró condiciones de sequía inducida con PEG 6000 y salinidad (Figura 3), aspecto positivo para su uso en la formulación de nuevos productos que mantengan su efectividad bajo las actuales condiciones de cambio climático.
La Tabla 3 muestra los mecanismos directos de estimulación del crecimiento que presentó cada uno de los aislados. Nótese que todos crecieron en el medio de cultivo carente de nitrógeno combinado, lo cual indica que podrían fijar nitrógeno atmosférico. Sin embargo, ninguno de los microorganismos solubilizó fosfato de hierro o de aluminio. En cuanto a la solubilización de fosfato de calcio se destacaron cuatro aislados, aunque uno de ellos, asociado en el aislamiento del cultivar ‘Wacuto’, fue el único que solubilizó también potasio.
| Medio de cultivo de aislamiento | Código asignado al microorganismo | Cultivar al que está asociado | Solubilización | Fijación Biológica de Nitrógeno | |||
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Ca | Fe | Al | K | ||||
| YMA | F1 | ‘P3337’ | - | - | - | - | + |
| F7 | ‘P3613’ | - | - | - | - | + | |
| Asbhy | F8 | ‘P3613’ | - | - | - | - | + |
| F9 | ‘P3309 T1’ | - | - | - | - | + | |
| F10 | ‘P3309 T2’ | - | - | - | - | + | |
| F11 | ‘P 3289’ | - | - | - | - | + | |
| F12 | ‘Milagro Villareño’ | - | - | - | - | + | |
| F13 | ‘P3609’ | - | - | - | - | + | |
| F14 | ‘Lewa’ | - | - | - | - | + | |
| F15 | ‘Cuba C25-9-R’ | - | - | - | - | + | |
| F16 | ‘Rayado 2258’ | - | - | - | - | + | |
| NFB | F19 | ‘P3334’ | - | - | - | - | + |
| F20 | ‘Milagro Villareño’ | + | - | - | - | + | |
| F21 | ‘Wacuto’ | + | - | - | + | + | |
| F22 | ‘P3609’ | + | - | - | - | + | |
| F23 | ‘Rayado 2258’ | + | - | - | - | + | |
| F24 | ‘Lewa’ | - | - | - | - | + | |
| F25 | ‘Cuba C25-9-R’ | - | - | - | - | + | |
Bonilla et al. (2021)Bonilla,
R.; González, L.E. y Osvaldo, R. (2021). Bacterias promotoras del
crecimiento vegetal en sistemas de agricultura sostenible. Corporación
colombiana de investigación agropecuaria – Mosquera (Colombia):
AGROSAVIA. Editorial Agrosavia. 327 p. ISBN E-book: 978-958-740-501-9.
ISBN: 978-958-740-500-2. https://doi.org/10.21930/agrosavia.analisis.7405019
destacaron en su revisión el potencial como fijadores de nitrógeno atmosférico de los géneros Rhizobium, Azotobacter y Azospirillum, pues existen referencias del potencial solubilizador de fosfatos de
estos géneros bacterianos, aunque se destaca que los resultados dependen
de la cepa en estudio, más que del género al cual pertenecen. La
solubilización de potasio ha sido menos abordada para las bacterias
promotoras del crecimiento. En particular para el género Azospirillum al cual se asoció el aislado F21 por sus características
morfo-fisiológicas, no se encontraron referencias sobre este atributo
metabólico, por lo que este es un aspecto en el cual se deberá
profundizar en estudios posteriores.
Todos los microorganismos crecieron en presencia de un 3 % de NaCl a las 24 h de incubación. Al aumentar la concentración de sal disminuyó el número de aislados con resultados positivos (resultados positivos para 15 aislados para la concentración de 5 % y para tres (F14, F15 y F21) para la concentración de 10 %). Sin embargo, a las 72 h de incubación solamente el aislado F9 no creció a la concentración del 5 %, aspecto que denota que después de un periodo de adaptación todos estos microorganismos toleran la presencia de NaCl. Destacaron los aislados F12, F14 y F15 purificados en el medio de cultivo Asbhy y el F21 procedente del NFB por su tolerancia a la máxima concentración de NaCl utilizada en el estudio desde las 24 h de incubación (Figura 4).
Resultó un aspecto de interés que en los aislados con menor tolerancia al NaCl se modificó la morfología de la colonia al aumentar la concentración de sal, particularmente su consistencia, la que pasó de gomosa a seca (Figura 5). Ello sugiere que la producción de exopolisacáridos podría ser uno de los mecanismos implicados en la tolerancia de las bacterias a esta condición de estrés.
Todos los aislados crecieron en el medio de cultivo con PEG 6000, incluso a la concentración más alta que se utilizó en el estudio (10 %) (Tabla 4). Se destacaron 10 microorganismos que mostraron un crecimiento abundante en presencia de 3 % de PEG 6000, de ellos cuatro aislados en el medio de cultivo Asbhy y los restantes en el medio NFB. Repitieron con resultados relevantes los tres que mostraron mayor tolerancia a condiciones de salinidad (F14, F15 y F21), lo que sugiere que presentan varios mecanismos de adaptación al estrés ambiental.
La adaptación de los microorganismos a condiciones de estrés requiere de la modificación de su metabolismo. Una de las herramientas que utilizan ante estrés de sequía y salinidad es la acumulación de solutos compatibles. Actualmente, una de las estrategias que se proponen para contrarrestar los efectos negativos que provocan estas condiciones de estrés a los cultivos es el uso de microorganismos que, además de adaptarse a estos cambios, estimulen el crecimiento vegetal. Estas bacterias, de forma general, sobreviven tanto a condiciones de sequía como de salinidad, temperaturas extremas y contaminación por metales. En interacción con los cultivos activan mecanismos como la liberación de fitohormonas (en especial ácido indol acético), la síntesis de enzimas como la ACC desaminasa que reduce los niveles de etileno en la planta, regulan la concentración de iones intracelulares y sintetizan solutos compatibles, los que contribuyen a que el vegetal presente una mayor tolerancia al estrés.
| Medio de cultivo de aislamiento | Código asignado al microorganismo | Cultivar al que está asociado | Concentraciones de PEG 6000 (%) | ||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|
| 0,1 | 1 | 3 | 5 | 10 | |||
| YMA | F1 | ‘P3337’ | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- |
| F7 | ‘P3613’ | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- | |
| Asbhy | F8 | ‘P3613’ | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- |
| F9 | ‘P3309’ T1 | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- | |
| F10 | ‘P3309’ T2 | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- | |
| F11 | ‘P3289’ | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- | |
| F12 | ‘Milagro Villareño’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| F13 | ‘P3609’ | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- | |
| F14 | ‘Lewa’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| F15 | ‘Cuba C25-9-R’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| F16 | ‘Rayado 2258’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| NFB | F19 | ‘P3334’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- |
| F20 | ‘Milagro Villareño’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| F21 | ‘Wacuto’ | +/- | + | + | +/- | +/- | |
| F22 | ‘P3609’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| F23 | ‘Rayado 2258’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
| F24 | ‘Lewa’ | +/- | +/- | +/- | +/- | +/- | |
| F25 | ‘Cuba C25-9-R’ | +/- | +/- | + | +/- | +/- | |
+/-: poco crecimiento; +: crecimiento abundante.
El género Azotobacter en particular, se destaca por formar quistes, estructuras que le
brindan tolerancia a condiciones ambientales adversas, mientras que para
los rizobios, aunque se plantea que tienen susceptibilidad a la
salinidad, especies como Rhizobium y Sonirhizobium pueden tolerar altas concentraciones de NaCl, a partir de la acumulación de compuestos como la trealosa y el glutamato (Bonilla et al., 2021Bonilla,
R.; González, L.E. y Osvaldo, R. (2021). Bacterias promotoras del
crecimiento vegetal en sistemas de agricultura sostenible. Corporación
colombiana de investigación agropecuaria – Mosquera (Colombia):
AGROSAVIA. Editorial Agrosavia. 327 p. ISBN E-book: 978-958-740-501-9.
ISBN: 978-958-740-500-2. https://doi.org/10.21930/agrosavia.analisis.7405019
).
El estudio demostró que la diversidad asociada a las plantas de frijol común no solo está en función de la morfología de los microorganismos, sino de su potencial como estimuladores del crecimiento vegetal y su tolerancia a condiciones de estrés abiótico, por lo que su microbioma constituye un reservorio de agentes potenciales para lograr potenciar el crecimiento y el rendimiento de este cultivo y elevar su productividad en Cuba.
Conclusiones
⌅Asociado al frijol común existe una comunidad microbiana diversa donde se encuentran bacterias similares en morfología a los géneros Azotobacter, Rhizobium y Azospirillum, con características promotoras del crecimiento vegetal y tolerancia a condiciones de estrés abiótico, que podrían constribuir la base de nuevas estrategias para potenciar los rendimientos de esta especie vegetal.